很多人都认为干细胞在使用时是越多越好，可事实真的是这样吗？

在这里，可以明确的告诉大家，这个想法其实是完全错误的。

以间充质干细胞(MSC)为例，如果把MSC看作为“药品”，那么肯定存在一个范围，在这个范围内，剂量越高效果越好；然后达到一个饱和剂量后，继续提高细胞剂量，并不能带来更多的疗效，还可能引发“细胞因子风暴”，致人休克而死亡。

当大量MSC细胞涌入机体时，其产生的大量细胞因子，导致血管过度扩张、通透性大大增加而引起组织红肿、器官受损。当这些细胞因子随血液流到其它器官时也造成同样过激的免疫反应。这种失控的免疫反应往往造成多重器官损伤甚至衰竭，进而导致休克而死亡，临床上称其为“细胞因子风暴”如图1所示。

例如，心脏肌肉细胞遭受大量细胞因子侵噬，造成爆发性心肌炎或猝死；若细胞因子风暴发生在肺部[1]，肺部血管扩张、组织肿胀、大量聚集免疫细胞，不仅会阻塞呼吸道，同时分泌出来的大量黏液也会把呼吸系统的管腔塞满（整个肺部都淹水了），也就是说，患者会被自己所分泌的黏液淹没，空气无法进出肺部，肺泡无法进行氧气交换，此时需要靠支持性疗法支撑，例如，插管或用叶克膜，以便撑过这场“风暴”。如果撑不过，“细胞因子风暴”就是夺命的杀手。

图1：细胞因子风暴

其实影响细胞的疗效因素有很多，不应只关注用量，更应该关注细胞质量和临床使用正确与否。

影响MSC相关疗效的关键因素

对于疾病在临床前的研究中，动物实验并没有充分证明MSC起效的最低剂量和最大饱和剂量，而且不同实验室的培养系统、MSC的来源属性等因素，常常导致MSC的质量存在差异，直接影响了MSC的动物实验和临床研究的结果。因此，MSC的临床前研究的数据并不能很好地指导临床研究的方案确定。MSC相关疗效的关键影响因素依次排列为以下四个：细胞质量、注射途径、治疗时机、最佳剂量。

细胞质量[2]

不同的细胞制备中心生产出来的同一种细胞产品，质量之间肯定存在一些差异，尤其是进口产品和国内产品。同样的情况也存在于相同厂家所生产的不同批次之间。我认为细胞质量指单位细胞或单个细胞所对应的生物学效力，效力越高，细胞质量越好。我们应该在一个适应症范围内谈论这个效力如何，比如，MSC同时具有免疫抑制和促进血管再生的功能，分别治疗两大类不同的疾病，那么相对应的就有两个生物学效力指标。我们需要明确在讨论MSC的细胞质量或生物学效力时，一定离不开具体的适应症。

一些共识参数可以反映间充质干细胞的质量，比如细胞活率、供体特性、克隆形成能力、细胞大小、免疫抑制能力和细胞因子分泌量。可以说细胞质量是治疗成败最为关键的因素。

注射途径[3]

局部注射途径：常见局部注射MSC的部位有脑部、四肢肌肉、心脏、肝脏、腰椎（蛛网膜下腔）。局部微注射人骨髓MSC到大鼠大脑纹状体，72天后依然能检测到它的存在，而且MSC能迁移至胼胝体和大脑皮层。大脑右侧尾状核局部注射MSC，4周后大脑多个部位均可检测到MSC的存在，而且发现MSC在大脑的迁移偏好于沿着血管的走向。

全身注射途径：常见全身注射MSC的部位有腹腔、静脉和动脉注射。MSC腹腔注射免疫缺陷的小鼠（裸鼠和NOD/SCID小鼠）后，在体内多组织器官中存在可达120天，而MSC在免疫系统健全的异品种小鼠只能存在20多天，但是可以在同品种小鼠中存在40多天（见图2）。静脉注射MSC后，大部分的MSC滞留在肺部，然后随着血流达到肝脏、肾脏、脾脏。MSC注射1小时后，50-60%的MSC滞留在肺部，3个小时后将至30%，并维持到96个小时。滞留在肺部的MSC可以被局部微环境所激活分泌大量的抗炎因子，这些抗炎因子随血流分布到达全身，有利于减轻全身炎症、调节免疫。

狒狒实验证明骨髓MSC经外周静脉注射后，自体MSC和异体MSC在体内的分布没有明显差异，且年龄越大的供体，其骨髓MSC越容易在肺部滞留（在肺部滞留的MSC数量与其细胞表面表达的整合素α4和α6密切相关，表达量越高，越不容易在肺部滞留）。动脉注射可以使MSC直接到达并集中于病灶区，减少损耗。但是颈内动脉注射后，MSC在脑部的存活时间一般不超过2天。

不同的注射途径（局部注射、静脉注射、动脉注射）均对MSC在体内的存留时间产生较大的影响，并与MSC的清除速度密切相关。 

图2：MSC腹腔注射免疫缺陷的小鼠裸鼠和NOD/SCID小鼠后分布

治疗时机[4-6]

急性肝功能衰竭的猪实验发现，严重的炎症环境限制了MSC的效果，因为MSC在严重炎症的肝脏环境中存活率低。MSC未能提高伴有全身性炎症的急性和慢性肝功能衰竭患者的存活率，但是减轻炎症明显有利于提高MSC的治疗效果。在另一项MSC治疗儿童激素难治性GVHD的多中心临床研究中，MSC在疾病早期介入治疗比晚期治疗更有效。这些数据清楚地表明，严重的炎症环境可能会减弱MSC的治疗效果。

目前细胞治疗有三个充满希望的预期：（1）亚临床患者在病程早期或确定为高危患者时，可进行预防性治疗；（2）临床患者可接受预防治疗，以减轻疾病进展；（3）进展期患者应在灾难性器官实质丢失前接受治疗。且所有治疗策略的制定都需要充分权衡临床获益与副作用的大小。为确保预期的治疗效果，在开始治疗时，要根据初始危险分层(极高危、高危或低危)，充分评估机体所处炎症状态，再选择MSC的治疗策略和时机才是审慎的做法。

最佳剂量[7]

目前的临床研究中，在MSC的使用剂量差别非常大，每名患者使用的MSC细胞数从四千多~上亿个MSC不等。2020年10月Gaetano等发表于medicina上的《Mesenchymal Stromal Cell Therapy in the Management of Perianal Fistulas in Crohn's Disease》一文，对2013-2020年间针对克罗恩病（CD）的试验进行总结（如图3）中发现：骨髓间充质用量在3*107的试验剂量组，其收获的疗效高于低剂量给药组（1*107）及低剂量给药组（9*107）；在park et等所应用脂肪来源的间充质观察中同样看到低剂量给药组（4.33*107）的疗效大于高剂量给药组（17*107）。

图3：2013-2020年间针对克罗恩病（CD）的试验

这一现象绝非偶然，进一步研究表明在提取和扩增后，间充质干细胞最佳剂量组在遗传和形态上更加稳定，并显示出更大的增殖能力和血管生成特性[8-10]。此外，最大的优势在于组织生长因子的高表达，降低了血液相容性[11]。其研究的结论是：MSC的最佳剂量取决于不同的疾病、疾病当下所处的严重程度以及输入途径。

目前，确保合理用药，保障患者用药安全、有效、经济，已成为医疗机构不容回避的问题。为避免MSC引起的不良反应，细胞产品的生产厂家确保细胞质量固然重要，而临床正确使用则更为关键。医师要高度重视超量使用问题，加强专业理论学习，加强病案讨论，落实有关规章制度，为临床MSC合理使用保驾护航。

俗话说“病来如山倒，病去如抽丝”，间充质干细胞的临床应用就似春雨一般，勿需惊雷，但需恰到好处。正是这一句“好雨知时节，润物细无声。”

参考文献：

［1］2019-novel coronavirus (2019-nCoV) infections trigger an exaggerated cytokine response aggravating lung injury

［2］Analysis of Oct4‐Dependent Transcriptional Networks Regulating Self‐Renewal and Pluripotency in Human Embryonic Stem Cells

［3］Cell Delivery Routes for Stem Cell Therapy to the Heart: Current and Future Approaches

［4］Impact of Timing on Efficacy and Safetyof Intracoronary Autologous Bone Marrow Stem Cells Transplantation in Acute Myocardial Infarction: A Pooled Subgroup Analysis of Randomized Controlled Trials

［5］Timing and cell dose determine therapeutic effects of bone marrow stromal cell transplantation in rat model of cerebral infarct

［6］Into the Eye of the Cytokine Storm

［7］Mesenchymal Stromal Cell Therapy in the Management of Perianal Fistulas in Crohn's Disease An Up-To-Date Review

［8］Kim, Y.; Kim, H.; Cho, H.; Bae, Y.; Suh, K.; Jung, J. Direct comparison of human mesench-ymal stem cells derived from adipose tissues and bone marrow inmediating neovascularization in response to vascular ischemia. Cell Physiol. Biochem. 2007, 20, 867–876. [CrossRef] [PubMed]

［9］ Kern, S.;  Eichler, H.;  Stoeve, J.; Klüter, H.; Bieback, K. Comparative analysis of mesench-ymal stem cells from bone  marrow,  umbilical cord blood, or adi-pose tissue.  Stem  Cells 2006, 24, 1294–1301.  [CrossRef]

［10］ Izadpanah, R.; Trygg, C.; Patel, B.; Kriedt, C.; Dufour, J.; Gimble, J.M.; Bunnell, B.A. Biologic properties of mesench-ymal stem cells derived from bone marrow and adipose tissue. J. Cell Biochem. 2006, 99, 1285–1297. [CrossRef] [PubMed

［11］ Nikolic, M.; Stift, A.; Reinisch, W.; Vogelsang, H.; Matic, A.; Müller, C.; von Strauss und Torney, M.; Riss, S. Allogeneic expanded-adipose derived stem cells in the treatment of rectovaginal fistulas in Crohn’s disease. Colorectal Dis. 2020. [CrossRef]